해양퇴적물 내 미세플라스틱 식별을 위한 초기 스크리닝 방법 제안

Jan 07, 2024

Scientific Reports 11권, 기사 번호: 20651(2021) 이 기사 인용

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흔히 미세플라스틱이라 불리는 해양쓰레기는 해양환경, 특히 퇴적물에 널리 퍼져 있으며, 오염물질을 농축시켜 생물막을 형성하고 해양퇴적물에 가라앉는다는 점에서 환경유해물질로 인식되고 있다. 퇴적물에서는 저서 생물이 섭취할 수 있으며 더 높은 먹이 사슬 수준에 부정적인 영향을 미칠 수 있습니다. 본 연구에서는 다양한 퇴적물 조각에서 미세플라스틱을 식별하기 위한 새로운 프로토콜이 개발되었습니다. 이 프로토콜은 일반적인 지질공학/지질학적 테스트 방법을 기반으로 체질 및 염색을 결합했습니다. 체질 공정은 기존의 입자 크기 분포 시험에서 파생되었으며 염색 공정에는 무독성 염료가 사용되었습니다. 이 프로토콜은 기존의 지질/지질공학 테스트 장비를 사용하기만 하면 되기 때문에 안전하고 수행하기 쉽습니다. 새로운 프로토콜은 오염된 퇴적물에서 다양한 유형과 크기의 미세 플라스틱 입자를 염색하고 분류하는 데 성공적으로 사용되었습니다. 이 안전하고 사용하기 쉽고 효율적인 프로토콜은 퇴적물에 존재하는 미세 플라스틱을 연구하기 위한 새로운 대안 접근 방식의 기초가 될 수 있으며, 지질 공학/지질 엔지니어에게 친숙한 기본 재료를 사용하여 수행할 수 있습니다.

UN의 2030 지속가능발전 의제에 나열된 17가지 지속가능발전목표(SDGs)는 과학계가 이러한 주제에 대한 더 나은 이해를 촉진할 것을 촉구했습니다. SDG #14는 해양 쓰레기를 포함한 해양 생태계를 고려하는 목표를 포함합니다. 미세플라스틱으로 분류되는 해양 쓰레기 중 한 유형은 바다 표면에 떠다니거나 심해저에 퇴적되거나 해안선에 좌초되어 해양 생물군에 환경적 위험을 초래합니다1,2. 이러한 미세 플라스틱은 유기 화합물, 잔류성 유기 오염 물질3,4 및 미량 원소5,6와 같은 독성 화학 물질을 농축할 수 있으며 퇴적물로 인한 생태독성학적 위험을 더욱 증가시킬 수 있습니다. 이전 연구에서는 미세플라스틱이 얕은 곳부터 깊은 해저까지 광범위하게 퇴적되어 있다고 보고했습니다. Woodalet al. 심해저 퇴적물에는 길이가 2~3mm이고 직경이 0.1mm 미만인 미세 플라스틱이 포함되어 있다고 보고되었습니다7. Alomaret al. 얕은 퇴적물에는 직경이 0.063mm에서 2mm 이상인 미세 플라스틱이 포함되어 있다고 보고되었습니다8. 미세플라스틱은 크기가 작기 때문에 동물성 플랑크톤에 의해 섭취되어 더 높은 먹이사슬 수준으로 전달되어 해양 생태계에 해를 끼치게 됩니다3,9. SDG #14.2는 건강하고 생산적인 해양을 달성하는 데 중점을 두고 있으며, 여기에는 해양 퇴적물에 존재하는 미세플라스틱 잔해로 인한 환경 영향 평가가 포함됩니다.

미세플라스틱은 발생원에 따라 다섯 가지 범주로 분류됩니다. (1) 세안제 등 직접 제조되는 것10, (2) 해양 환경에 노출된 후 분해된 세분화되거나 조각난 대형 플라스틱 파편11, (3) 의류 세탁물에서 나오는 극세섬유 및 직물12 ,13, (4) 자동차 타이어에서 방출되는 합성 고무 입자14, (5) 식품 용기와 같은 일회용 플라스틱 제품 및 코로나19 팬데믹으로 인해 수술용 안면 마스크의 생산 및 사용 증가15. 미세플라스틱은 인구 밀도가 높은 해안 지역의 퇴적물을 오염시킬 수 있습니다9. 폴리에틸렌(PE), 폴리프로필렌(PP), 폴리스티렌(PS), 폴리아미드(PA)와 같은 미세플라스틱은 하천 퇴적물에서 흔히 발견되며16 PP, PE, 폴리염화비닐(PVC)은 해양 퇴적물11에서 풍부합니다. PE, PP, PS는 밀도가 낮은 물리적 특성으로 인해 해수면에 쉽게 퍼질 수 있는 산업용 제품이다. 또한 점토와 같은 천연 입자와 결합하여 생물막을 형성할 수 있습니다. 생물막의 미세플라스틱에 미생물이 축적되면 밀도가 증가하고, 수직 이동이 가속화되며, 저서 퇴적물로 가라앉을 수 있습니다17.

100 °C condition. These results suggest that the staining temperature can affect the staining intensity and be used to roughly classify the plastic species. The possibility of roughly classifying plastic species only based on their staining temperature (60 °C, 80 °C, and > 100 °C) without a chemical analytical machine is one of the advantages of the proposed method./p> 2 mm (mean [D50] = 1.16 mm). Figure 6A shows the particle distribution curve from dredged sediments and Toyoura sand (Japanese standard sand). The particles in the dredged sediments are larger than those in Toyoura sand (ranging from 0.1 to < 1 mm) possibly because the sediments at Shin-Minato port originated from oyster shells and other human-related wastes and are likely to contain a wider range of microplastics/fibers. The red color staining solvent stained the large microplastic particles (> 5.0 mm) in the sieved sediment sample (Fig. 6B). Many large particles are mixed with crushed shells coated with small substances such as clay or biofilms. The results of the staining of air-dried sediments (fractions 1–6) using our proposed method are shown in Fig. 7. The staining process generated small particles from substances coating the sample surface, which generally made the samples turbid and identification of the microplastics difficult. However, despite this turbidity, the proposed method can be used to easily identify plastics sized > 5 mm that are mixed with shiny materials such as shells (Fig. 6B)./p> 2 mm, photographed using an anα5100 Sony camera, (B) fraction 2, particle size 0.85–2 mm, (C) fraction 3, particle size 0.42–0.85 mm, (D) fraction 4, particle size 0.25–0.42 mm, (E) fraction 5, particle size 0.106–0.25 mm, and (F) fraction 6, particle size < 0.106 mm./p> 2.0 mm) could be visually identified and were photographed using a normal camera (α5100 Sony, Japan). Microplastics in this fraction originated from fragmented debris of daily necessities, such as medical press through pack sheets and styrene foams. To observe the particles of fractions 2–6 (Fig. 7B–F), a microscope (BHM series, Olympus Japan) with a charge-coupled device camera (EL310, Wraymer) was used. These fractions mostly contained small-sized particles such as fiber dust and crushed materials from daily waste and were detectable after staining (Fig. 7B–E). The particles of fraction 6 (< 0.106) were cube-shaped and stained red (Fig. 7F). The source of these small particles was identified as contamination from self-precipitated crystals from the staining solvent solution and was separate from the original microplastics or microfibers from the sediment./p> 100 °C) without a chemical analytical machine is one of the advantages of our proposed method./p> 100 °C for PP and PS. In the second experiment, a heat block (dry bath) machine (HDB-2N, As one, Japan) set to three temperature conditions was used to heat the samples for 20 min./p> 2.0 mm, (2) 0.85–2.0 mm, (3) 0.42–0.85 mm, (4) 0.25–0.42 mm, (5) 0.106–0.25 mm, and (6) < 0.106 mm. Three replicates were analyzed from each fraction. Fraction 1 (> 2.0 mm) was rinsed with tap water and placed in a 50-mL glass beaker. The beaker was filled with staining solvent to cover the top of the sample and was kept at 105 °C for 20 min. The applicability of the proposed method was validated by analyzing stained samples from fractions 1 and 2 using ATR-FTIR analysis (Nicolet Summit, ThermoFisher), and the plastic species were confirmed. In ATR-FTIR, an infrared spectra database is used to accurately determine the type of plastic43./p>

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